Veterinaria Tropical. 1: 63-71. 1976

LA LEPTOSPIROSIS DE LOS ANIMALES DOMÉSTICOS EN VENEZUELA 

FRANCISCO JELAMBI*, ALBERTO PEÑA*, CARLOS PADILLA*,
NICOLÁS IVANOV* y JOSÉ E. POLANCO*

*Instituto de Investigaciones Veterinarias
CENIAP -FONAIAP
Apartado 70, Maracay, Venezuela

INTRODUCCIÓN

La leptospirosis es una zoonosis considerada de primera importancia económica en muchas partes del mundo. Causa importantes pérdidas económicas en la ganadería mundial y repercute seriamente en la salud pública (2,10,24,25).

En los bovinos, suinos y equinos produce abortos, infertilidad, mortalidad de recién nacidos, retención placentaria y disminución de la producción láctea. En los perros se manifiesta por una infección aguda, febril, o de curso crónico con ictericia generalizada.

El hombre se infecta por contacto con la orina de animales enfermos o portadores de leptospiras, manifestando malestar general, debilidad, fiebre, hematuria, dolores musculares, vómitos, hepato y esplenomegalia, meningitis, nefritis, albuminuria, hemorragias en los ojos, piel y algunas veces ictericia (2,10,11,12) .

La taxonomía de las leptospiras no es definitiva. Todas pertenecen al mismo género y especie (7). Actualmente se reconocen dos grupos complejos: "interrogans" (parásitas) y "biflexas" (saprófitas).

El serotipo es la unidad taxonómica básica actualmente en uso. Las diferencias entre los serotipos son debidas a factores antigénicos determinados por aglutinación-absorción cruzada con sueros hiperinmunes preparados en conejos.

Entre las leptospiras patógenas se reconocen 18 serogrupos subdivididos en alrededor de 200 serotipos.

Las leptospiras patógenas son consideradas parásitos obligados de los animales. Aparentemente los roedores son los reservorios más importantes. Tanto los animales enfermos como los portadores latentes del gérmen, tales como los roedores, suinos, bovinos, perros, juegan un importante rol en la diseminación de la enfermedad, al eliminar con la orina gran cantidad de leptospiras que contaminan las aguas de desecho, lagos, lagunas, arroyos, ríos, arrozales, cañaverales, etc., originando fuentes de
infección para el hombre y otros animales.

La leptospirosis en los animales y el hombre ha sido diagnosticada en casi todos los países del mundo (1,2,4,5,13,15,22,24) .Hoy en día se reconocen zonas altamente endémicas tales como Europa, Japón, Indonesia, Australia e Israel (24,26) .Sin embargo, esto se debe más que nada, a que en esas regiones se la ha investigado con más insistencia, pese a que en otras partes la enfermedad no es menos problemática. Prueba de ello es que Europa cuenta en la actualidad con 4 de los 9 laboratorios de referencia de la O. M. S. para el estudio de la leptospirosis.

En Norteamérica y asimismo en Latinoamérica la leptospirosis está ampliamente difundida en las explotaciones de bovinos y porcinos. Numerosas encuestas serológicas han demostrado que existe una alta prevalencia de aglutininas leptospirales en sueros de humanos y animales  (1,3,4,5,6,14,15,17,20, 4,25). Esos resultados han sido confirmados con el aislamiento e identificación de las leptospiras incriminadas (5,6,15,22).

En Venezuela, el estudio de esa enfermedad ha despertado mucho interés por parte de médicos, veterinarios, bacteriólogos y epidemiólogos. Los estudios serológicos y bacteriológicos llevados a cabo en los últimos años han demostrado la importancia de la leptospirosis en los animales de explotación económica (15,16,27).

En el presente trabajo se recopilan los estudios efectuados en el Servicio de Bacteriología, Sección de Microbiología y Patología del Instituto de Investigaciones Veterinarias, desde 1968 hasta 1974.

MATERIALES Y MÉTODOS

a. Procedimientos Serológicos:

El examen serológico se realiza con el suero de animales sospechosos empleando la reacción de aglutinación microscópica, según la técnica de Galton et al. (11). Los sueros son expuestos frente a antígenos vivos de los serotipos siguientes en el medio de Stuart liquido (23): L. pomona cepa Pomona, L. australis cepa Ballico, L. ballum cepa Castellon 3, L. grippotyphosa cepa Moskva V, L. tarassovi cepa Perepelicin, L. hebdomadis cepa Hebdomadis, L. bataviae cepa Van Tienen, L. canicola cepa Hond Utrecht, L. hardjo cepa Hardjoprajitino,  L. wolffi cepa 3705, L. pyrogenes cepa Salinem, L. icterohaemorragiae cepa RGA, L. sejroe cepa M 84 y  L. autumnalis cepa Akiyami A.

Se hace un examen preliminar (screening) diluyendo los sueros sospechosos en solución fisiológica tamponada pH 7,6 hasta una dilución final de 1/100. Los sueros que reaccionan con 50% o más de aglutinación son expuestos posteriormente frente a los mismos serotipos en diluciones decrecientes hasta 1/12.800 o más, a fin de obtener el título final (extensión).

b. Aislamiento de Leptospiras:

El examen para el aislamiento bacteriológico de las leptospiras se realiza de acuerdo a las recomendaciones de GALTON et al (11), pero con las modificaciones de MYERS et al (22). Se siembran muestras de riñón, fetos u orina en el medio de FLETCHER semisólido (9). Cuando se siembran materiales de origen bovino se incluye el medio de ELLINGHAUSEN semisólido (8,18). Las muestras deben procesarse dentro de las 3 horas de extracción para evitar la proliferación de gérmenes de contaminación. Cuando se procesan riñones se desinfecta la superficie externa con cualquiera de los siguientes desinfectantes en solución 1/10.000: Hyamina (Rohm & Hass Co.), Wescodyne (West Chemicals P.) o Anabac (Cooper). Luego se secan con una toalla estéril y se cortan longitudinalmente con cuchillo esterilizado con alcohol y flameado. Las dos superficies del corte son expuestas y raspadas vigorosamente con una tapita metálica, estéril, perforada de adentro hacia afuera a la manera de un rallador de cocina. Con una pipeta de 5 ml, estéril, se preparan suspensiones decimales 10-1 a10-3 del macerado renal recogido dentro de la tapita en solución salina tamponada pH 7,6.

Para las siembras se emplean tubos con tapa de rosca conteniendo 5 ml. de los medios de Fletcher y Ellinghausen semisólidos, previo control de esterilidad. Con una pipeta de 5 ml. estéril, se incorpora 0,5 ml. de las suspensiones 10-2 y 10-3, separadamente.

A fin de inhibir el desarrollo de contaminantes y favorecer el aislamiento de las leptospiras, se emplea 5-fluoruracil (5 F.U) (Hoffman La Roche, Nuttley, N. J.), un análogo de la pyrimidina fluorada (19). Esta sustancia se disuelve en agua destilada tamponada pH 7,6 esterilizada por filtración y se emplea siguiendo las instrucciones de JOHNSON y ROGERS (17) hasta obtener una concentración final de 200 microgramos/ml. de los cultivos.

Los cultivos con y sin 5FU son incubados a 30°C durante 2 meses, observándose periódicamente con el microscopio de campo oscuro para detectar la presencia de leptospiras.

Los aislamientos obtenidos son repicados en tubos de Fletcher semisólido para su conservación, pruebas de patogenicidad y en Stuart líquido para las pruebas finales de identificación.

c. Tipificación de Leptospiras:

Las leptospiras aisladas son tipificadas preliminarmente preparando con los mismos sueros hiperinmunes en conejos. Los sueros obtenidos son expuestos por aglutinación cruzada, según la técnica de GALTON et al (11), frente a los antígenos vivos de leptospiras en el medio de Stuart líquido. Al mismo tiempo los aislamientos son adaptados al medio de Stuart y expuestos frente a una batería completa de sueros hiperinmunes preparados por el Centro Panamericano de Zoonosis, Buenos Aires, Argentina. Además, de cada cepa se envía uno o dos tubos a este Centro de Referencia para la tipificación final.

RESULTADOS

Desde 1969 hasta 1974 se examinaron 2.690 sueros de bovinos, suinos, equinos y caninos, con historia de abortos y cuadro sospechoso de leptospirosis, obteniendo 1.322 muestras positivas (49,14%), (Cuadro 1) . En suinos se investigaron brotes de abortos en las regiones central y centro occidental del país, especialmente en el Dtto. Federal y los estados Miranda, Aragua, Carabobo, Guárico y Lara. De 1.235 sueros examinados, se obtuvieron 552 positivos ( 44,69% ) .Se observó prevalencia de los serogrupos pomona, icterohaemorragiae y canicola con títulos aglutinantes hasta 1/408.600.

En bovinos la evaluación serológica se extendió hasta densas poblaciones ganaderas destinadas a la explotación de carne y leche. De 1.058 sueros examinados se obtuvieron 595 muestras positivas (52,2% ) con títulos significativos de infección para L. hebdomadis, L. hardjo, L. wolffi, L. sejroe y L. ballum.

En equinos de hatos ganaderos y en pura sangre de carreras se investigaron 312 muestras procedentes de los estados Aragua, Carabobo, Miranda y Cojedes, resultando 162 positivas (51,8%). Los títulos oscilaron entre 1/100 y 1/51.200 para L. pyrogenes, L. ballum, L. pomona y L. canicola. En caballos de carreras se detectaron serios brotes por leptospirosis comprobándose que la infección fue originada por el contacto accidental con portadores (cerdos) de L. pomona.

El perro es también seriamente afectado por la leptospirosis pudiendo transformarse en reservorio del gérmen. Hasta el presente se han examinado por aglutinación microscópica 85 sueros caninos de los estados Aragua, Carabobo, y Miranda, resultando 13 positivas (15,2%) con títulos para los serotipos L. canicola, L. pyrogenes y L. ballum.

Es interesante señalar que se han detectado brotes de abortos por leptospirosis en establecimientos porcinos de Miranda y Carabobo, producidos por  L. canicola y  L. pomona, asociados con la infección en perros de las mismas fincas.

Desde 1968 se aislaron 22 cepas de leptospiras de origen suino, bovino, canino y conejo, procedentes de diferentes regiones del país (Cuadro 2). Los aislamientos fueron tipificados en el Servicio de Bacteriología, Sección de Microbiología y Patología del Instituto de Investigaciones Veterinarias y en el Centro Panamericano de Zoonosis, Buenos Aires, Argentina, como integrantes de los serogrupos L. pomona, L. canicola, L. icterohaemorragiae y L. ballum.

DISCUSIÓN

En Venezuela la leptospirosis es investigada desde 1968. Los estudios serológicos efectuados en brotes asociados con la enfermedad y abortos detectados en establecimientos porcinos, bovinos y de caballos de carreras en diferentes zonas del país, demuestran que la prevalencia de la leptospirosis en las especies domésticas, es elevada (49,14%). En consecuencia, conviene destacar el problema que esta zoonosis puede representar para el desarrollo ganadero y su posible repercusión en la salud del hombre.

Puede decirse que actualmente se tiene suficiente conocimiento de la distribución geográfica de las leptospirosis en Venezuela. En cerdos se ha logrado comprobar serológica y bacteriológicamente que 68,8% de los brotes son provocados por L. pomona. En cuanto a los bovinos, los niveles de anticuerpos determinan prevalencia del grupo hebdomadis (60,8% ), serotipos hardjo woIffi, sejroe y hebdomadis, seguidos de cerca por L. balIum. Sin embargo éste último se ha aislado con frecuencia asociado con brotes de abortos. La reciente introducción del medio para cultivo de Ellinghausen albúmina de bovino seguramente será de gran utilidad para confirmar los resultados serológicos por el aislamiento de cepas difíciles de desarrollar en los medios habituales, tal como en Argentina (21). Es importante establecer la prevalencia de serotipos por aislamiento de leptospiras y la identificación del serotipo incriminado. De esta manera se facilitará el diagnóstico de los brotes y aumentará la probabilidad en la obtención de vacunas eficaces.

RESUMEN

Desde 1969 hasta 1974 se examinaron con la técnica de aglutinación microscópica, 2.690 muestras de sueros suinos, bovinos, equinos y caninos, en brotes de abortos presentados en diferentes áreas del país, encontrando 1.322 positivas (49,14%).

En suinos se observó predominio de L. pomona, L. icterohaemorragie, y L. canicola, con anticuerpos aglutinantes hasta 1/408.600. En equinos los serogrupos L. pyrogenes, L. balIum, L. pomona y L. canicola, detectando títulos hasta 1/51.200. En bovinos L. hardjo, L. woIfi, L. sejroe, L. hebdomadis y L. balIum con títulos superiores a 1/400 y en perros L. canicola, L. pyrogenes y L. balIum.

Durante el período 1968-1974 se aislaron en el Instituto de Investigaciones Veterinarias, Maracay, Venezuela, 22 cepas de leptospiras de origen suino, bovino, canino y conejo, siendo tipificadas en el Centro Panamericano de Zoonosis, Buenos Aires, Argentina, como integrantes de los serogrupos L. pomona, L. canicola, L. icterohaemorragiae y L. balIum.

SUMMARY

During the years 1968-1974, in the Instituto de Investigaciones Veterinarias, Maracay, Venezuela, 22 leptospira strains were isolated from swine, bovine, canine and rabbits and classified by the Centro Panamericano de Zoonosis (Pan American Zoonoses Center ) , Buenos Aires, Argentina, as L. canicola, L. pomona, L. icterohaemorragie and L. balIum.

From 1969 until 1974, using the microscopic agglutination test 2.690 sera samples belonging to swine, bovine, equine and canine with abortion history were processed, among then 1.322 were possitive (49,14%).

L. pomona, L. icterohaemorragie and L. canicola were more frequent in swine with agglutination titer up to 1/108.600. In equine L. pyrogenes, L. ballum, L. pomona and L. canicola with up to 1/51.200, and in bovine L. hardjo, L. wolffi, L sejroe, L. hebdomadis and L. ballum with titer higher than 1/400.

BIBLIOGRAFÍA

1 .ALEXANDER, A. D. ,La distribución de la leptospirosis en América Latina, Bol. Ofic. Sant. Panam. XLIX, (2) (1960.

2. ALSTON, R. C ., BROOM, J. C. Leptospirosis in Man and Animals (E. and S. Livingstone), Edimburg and London (1958) .

3. BYRNE. R. .T. , CHAMBERS, C. F. A Serological Survey for Leptospiral antibodies in Maryland Cattle. J. Amer. Vet. Med. Ass. 134: 498502. (1959) .

4. CAFFARENA, R. M., CACCHIONE. R. A., CASCELLI. E. S., MARTÍNEZ, E. S., AGORIO: M., BARRIOLA, .T. Leptospirosis en Uruguay, Rev. Fac. Cienc. Vet. La Plata lo: 247-254 (1968) .

5 .CEDRO, V. F. , CACCHIONE, R .A. , BULGINI, J .M. , MARTÍNEZ, E. S. Leptospirosis en Argentina. Difusión, Morbilidad y mapa nosológico, Rev. Invest. Gan . 10: 41-50 (1961) .

6. DAVIDSON. K. R. Lepto8pira hardjo infection in man associated with an outbreak in a daity hedr. Aust. Vet. .T. 47: (8) : 408 (1971) .

7. Diagnosis and Typing in Leptospirosis: WHO Techn, Rep. Serv. N° 113, Geneve (1956) .

8. ELLINGHAUSEN, H. C.. Mc. CULLOCH, W. G. Nutrition of  Leptospira pomona and Growth of 13 other serotypes: fractionation of oleic albumin complex and a medium of bovine and polysorbate 80, mer. J. Vet. Res. 26: 45-51 (1965).

9 .FLETCHER, W. M. Recent work on, Leptospirosis, Tsutsugamushi Disease and Tropical typhus in the Federated Malay States. Trans. Rev. Sec. Trop . Med. Hyg. 21: 265-287 (1928).

10. GALE. N. B. ALEXANDER. A. D., EVANS. L. B., YAGER, R. H. MATHENEY, R. G. An Outbreak of Leptospirosis Among U. S. Army Troops in The Canal Zone. II Isolation and characterization of the Isolates. Amer. J. of Trop. Med. and Hyg. 15, 64-70 (1966) .

11. GALTON. M., MENGES, R., SHOTTS. E.. MAHMIAS, A. J.. HEATH. C. W. Leptospirosis, Epidemiology. Clinical manifestation in Man And Aninials and Methrods in Laboratory Diagnosis, U. S. DepaTtment of Health Service, CDC, Atlanta 22, N° 951 (1962).

12. GOLMAN. G. .ESPIN, J. Leptospirosis canicola. Primer caso comprobado en Venezuela, Act. Cient. Venez. 2: 23-35 (1951).

13. GRUPO DE EXPERTOS DE LA O. M. S. Problemas actuales de las investigaciones sobre leptospirosis, Org. Mund. Salud, Serv. Infor. Tecn. 380 (1967) .

14. GRUPO DE EXPERTOS DE LA O. M. S. Leptospirosis. Boletín Informativo, Centro Panamericano de Zoonosis, Buenos Aires, Argentina, vol. 1 ( Sept .1964) .

15. JELAMBI, F. , PADILLA, C. Aislamiento de Leptospiras de origen Bovino, Suino y Canino (Comun.  preliminar) III Jorn. Venez. de Microbiol., Maracay, Junio (1969) .

16. JELAMBI. F ., MOGOLLÓN, E. , GUTIÉRREZ, P ., PADILLA, C. Diagnóstico de la Leptospirosis en Bovinos, Suinos y Caninos, IV Joro .Venez. de Microbiol., Maracaibo, Junio (1970).

17. JOHNSON, R. C. and ROGERS P. 5-Fluoracil as a Selective Agent for Growth of Leptospirae, J. of Bact. 87: 422-426 (1964).

18. JOHNSON, R. C ., HARRIS, V. G. Differentiation of Pathogenic and Saprophytic Leptospires .I Growth at Low Temperatures, J .of Bact. 94: 27-31

19. JOHNSON, R. C.. WALBY, J., HENRRV, R. A., AURAN, N. E. Cultivation of Pa..Rsitic Leptospires: Effect of pyruvate, Appl. Microbil. 26: 118-121 (1973) .

20. MACKENZIE, R. B. Importancia de los Roedores para la Salud Pública en Sudamérica, Bol. de la O.M.S. 47: 161-169 (1972).

21. MYERS, D. M. , and JELAMBI, F. Isolation and identification of Ieptospira hardio from cattle in Argentina. Pan. Amer. Zoonoses Center, Pan. Amer. Health Org.. Buenos Aires, Argentina, 1973. Trop. Geog. Med. of Netherlands 27: 63-70. (1975) .

22 .MYERS. D. M. , POTENSA, J. E. .COTRINO, V. B. Swine Leptospirosis in Argentine, Rev. Asoc. Arg. Microbiol. V (1) ( 1973) .

23. STUART, R. D. The oreparation and use of a Simple Cultura Medium for Leptospire, J. Path. Bact. 58: 343-349 (1946) .

24. SZTALOWICZ, F. T. , GRIFFIN, T. P., STUNKARD, J. A. The International Dimensions of Leptospirosis, A. Amer. Vet. Med. Ass. 155: (12) 2122-2132 (1969).

25. SZYFRES, B. Estudio sobre Leptospirosis Bovina y su repercusión humana, La Prensa Médica Argentina 47: 889-891 (15) (1960) .

26. VAN DER HOEDEN. J. Epizootiogy of Leptospirosis (canicola) in the Bovine and other species in Israel, J. Amer. Vet. Med. Ass. 126: 207-210 (1955).

27. VAN DER HOEDEN, J. La ,Leptospirose Bovine, Bull. Off. Int. Epiz. 36: 40.0-409 (1951).

AGRADECIMIENTO

Los autores agradecen la colaboración del Dr. Aníbal Bello N., por la revisión del manuscrito y las sugerencias que sobre él emitió, a la señora Fanny M. de Aponte ya la señorita Carmen Echenique por la asistencia técnica.