Veterinaria Tropical. 1: 73-78. 1976

DIAGNOSTICO DE VIRUS RABICO EN TEJIDOS NO NERVIOSOS

JOSÉ F. ALVARADO R.*, AQUILES DIAMANTE E.*, HORACIO DELGADO CH.* y ERASMO CUBILLÁN*

*Instituto de Investigaciones Veterinarias
CENIAP -FONAIAP, Sección de Rabia
Apartado 70, Maracay, Venezuela

INTRODUCCIÓN

La presencia de virus rábico en tejidos no nerviosos, puede servir de gran utilidad como medio de diagnóstico, ya que la no disponibilidad de tejido cerebral puede compensarse con tejidos no nerviosos. Trabajos anteriores (8,9,10,12,13) han demostrado la presencia de virus rábico en órganos diferentes al Sistema Nervioso y también se ha logrado el aislamiento de virus rábico de riñón y cerebro de bovino infectado naturalmente (5). Aunque el virus afecta específicamente el sistema nervioso, se cree que se difunde en el organismo animal a través de la vía sanguínea ( 4,5,7), lo que permitiría su presencia en diferentes tejidos. Es bien conocida la persistencia del virus rábico en la grasa interescapular de los murciélagos. (1,2,3, 11,14) y posiblemente sea éste el sitio original de distribución para el resto de los órganos en animales portadores.

Este trabajo reporta el diagnóstico de virus rábico de un caso de infección natural en un canino, a partir de órganos y tejidos no nerviosos.

MATERIALES Y MÉTODOS

Los  materiales  utilizados  se  obtuvieron  del  cadáver  de  un  perro,  raza criolla, de 5  años  de  edad, procedente del Municipio Turmero, Distrito Mariño, Estado Aragua.

Según información del dueño del animal, éste presentó repentino cambio de carácter, agresividad para con otros animales domésticos, sin atacar personas y murió al cuarto día de la aparición de las primeras manifestaciones clínicas. El animal fue traído al laboratorio el mismo día de la muerte y se recolectó el cerebro para las pruebas correspondientes, resultando positivo en Seller e Inmunofluorescencia. Se decidió recoger lo más estérilmente posible, otros órganos como médula espinal (a nivel de las vértebras lumbares), humor acuoso, parótidas, pulmón, riñón, hígado, brazo y corazón. Estos materiales se recabaron en bolsas plástica y se guardaron en congelación a -22°C hasta el momento de su estudio.

Cada órgano fue triturado en mortero con arena abrasiva y emulsificada al 10% con solución fisiológica estéril, agregándose 1.000 U.I. de penicilina potásica y 1 mg. de dihidro-streptomicina por ml. Las muestras fueron centrifugadas a 1.500 r .p .m. por diez minutos bajo refrigeración e inoculadas en ratones blancos suizos lactantes de 7 días y jóvenes de 21 días de edad. En todos los animales que murieron o fueron sacrificados se comprobó su positividad por los métodos de Seller e Inmunofluorescencia.

Para comparar los títulos obtenidos en los diferentes órganos no nerviosos en ratones lactantes y adultos, se escogió el tejido renal y la médula espinal como representativos de las muestras. De cada material, se hicieron tres pases consecutivos tanto en ratones adultos como lactantes. De una concentración al 20%, del tercer pase se hicieron diluciones décuples hasta 10^-4.0 y se inocularon cuatro camadas de ratones lactantes de 7 días con diluciones de 10^-1.0 hasta 10^-4.0 y grupos de 6 ratones de 21 días de edad en las mismas diluciones por vía intracerebral en dosis de 0,01 ml. y 0,03 ml. respectivamente. Diagnosticada su muerte por rabia mediante el método de Inmunofluorescencia, los  restantes ratones fueron observados por 21 días. El 50% de letalidad fue calculado por el método de REED y MUENCH (6).

RESULTADOS

Los ratones inoculados con cerebro y médula espinal empezaron a presentar síntomas a los 6 días de la prueba, en tanto que los inoculados con tejidos no nerviosos lo hicieron en los días sub-siguientes (Cuadro 1). La positividad fue comprobada mediante el método de Inmunofluorescencia. En las primeras pruebas biológicas resultaron negativas a Seller e Inmunoflorescencia el hígado y el bazo en ratones adultos y lactantes. Sin embargo, se repitió la inoculación tomando de las muestras originales todos los tejidos utilizados, a fin de confirmar la presencia del virus en ellos obteniéndose positividad en hígado y bazo.

 Los ratones inoculados se sacrificaron diariamente a partir del tercer día. Estos animales no presentaron síntomas sospechosos de rabia y se comprobó la presencia de virus rábicos mediante los métodos de seller e inmunoflurescencia en todo los animales, excepto en aquellos inoculados con macerado de corazón (CUADRO 2). La detección de corpúsculos de Negri fue posible en un periodo de 3 a 6 días.

La comprobación del titulo del virus en tejidos nerviosos y no nerviosos dio valores de 10^3'0/0,03 ml. I.C y  10^2'5/0,03 ml. I.C. En medulas y riñón de ratones adultos, en tanto que se observaron títulos de 10^3'9/0,01 ml. I.C. y 10^3'6/0,01 ml. I.C en medulas y riñón  en ratones lactantes.

DISCUSIÓN

El virus de la rabia fue aislado fácilmente de tejidos no nerviosos de un perro con diagnóstico positivo por las coloraciones de Seller e Inmunofluorescencia. Anteriormente se aisló virus rábico del corazón, riñones, pulmón y bazo de murciélagos capturados sin síntomas de rabia. (1) VILLA y Colaboradores (14) hicieron hallazgos del virus rábico en grasa interescapular de murciélagos, se han hecho descripciones sobre la ocurrencia del virus en la sangre de los animales infectados, (4,5,7). Este ensayo confirma la circulación del virus por vía sanguínea y su fácil consecución en órganos como riñón y corazón. Se ha reportado que el virus varía en cantidad de acuerdo con las condiciones del material aislado, sin embargo en este ensayo, los títulos variaron entre 10^2'5 a 10^3'6 en tejido renal y 103,0 a 10^2,5 en médula espinal, observándose poca variación en la potencia del virus en los tejidos estudiados.

En conclusión, el tejido no nervioso se puede utilizar como medio de diagnóstico en ausencia del tejido nervioso, debido a que el virus no presenta marcada diferencia como antígeno detectable.

Se recomienda hacer un pool de los órganos economizando un buen número de ratones, e inocular intracerebralmente en ratones lactantes de 5 a 9 días de edad y ratones destetados de 21 días; sacrificar a partir del tercer día de la inoculación y comprobar el diagnóstico por Inmunofluorescencia.

La precocidad del diagnóstico cobra vital importancia en los casos de personas involucradas en mordeduras o contactos con animales sospechosos que por alguna causa han perdido el tejido nervioso. Es de notar que el tiempo de positividad entre el tejido nervioso y no nervioso no varía cuando el sacrificio de los ratones se inicia a partir del tercer día de inoculados.

RESUMEN

De un perro recibido en el laboratorio, con resultado positivo a rabia, se aisló virus de tejido nervioso ( cerebro y médula espinal) y no nervioso (humor acuoso, riñón, parótidas, hígado, bazo, corazón y pulmón), mediante la inoculación en ratones lactantes y jóvenes, por vía intracerebral. La presencia de virus en los diferentes órganos fue comprobada por la observación de corpúsculos de Negri por los métodos de Seller e Inmunofluorescencia.

SUMMARY

The rabies virus was isolated from non -nervous organs of a dog that died of rabies. Isolation of the virus was achieved from kidney, liver, spleen, heart, lung, parotid gland and aqueous humour, when samples of these organs were inoculated intracerebrally in adults and suckling mice. These findings were confirmed by the observation of  Negri bodies and inmunofluorescence.

BIBLIOGRAFÍA

1 .BELL, J .F ., MOORE, G .T .RA YMOND, G .H. and TIBBS, C .E. Characteristics of rabies in bats in Montana. Amer. J. Publ. Hlth; 52, 1293-1301 (1962).

2. CONSTANTINE, G. Recent advances in our knowledge of bat rabies. International Symposium of Rabies, Talloires, France 1. 251-254. (1965).

3. GIRARD, K. F., EDSALL, H. B. and MACREADY, R. A. Rabies in bats in Southem New England. New England J. Med. 272: 75-80. (1965).

4. KOPROWSKI, H. and Cox, H. E. Ocurrence of rabies in the blood of developing chick embroys: Proc. Soc. Exp. Biol. 69. 612-615. (1948) .

5. PACHECO, G. and PROENCA, M. C. O. Virus do raiba bovina do Brasil circula na sangre e se pode trasmitir por via sanguinea. Brasil Med. 1 (31), 661.(1936).

6. REED, L ., MUENCH, H. A. A simple method of stimating fifty per cent end points. Amer. J. Hyg. 27. 493-497. (1938) .

7. REGINALD, L. R., DELHA, E. C., ROMBAUGH, H. L. and BRUECKNER A. L., Early appearance of rabies virus in the blood of cave bats exposed by intraperitoneal infection. Cornell Vet. 45, 153-156. (1955).

8. REIS, R ., FIGUEREDO, J .B .MOREIRA, J .N. , CORTIJO, M. T .y ORNELLA, P .P .Presenca do virus raiba na cornea, humor aquoso e nervis optico dohumanos buonos (felinos e caninos con raiba. Arquivos do Escola de Veterinaria, Universidad Federal do Minas Gerais, 123. 207-214. (1971) .

9. SCHEINEIDER, N. J. The cornea test: A New method for the intravitam diagnosis of rabies. Zbl. Vet. Med. 1-3. (1968) .

10. SCHEINEMER, N. J., SCATTERDAY, J. E., LEWIS, A. L., JENNINGS, W. L., VENTERS, H. D. and HARDY, A. V. Rabies in bat in Florida. Amer. J. Publ. Hlth. 47. 983-989. (1957) .

11. SILVA, R. A. RIVELW, G. V ., y NELSON, M. R. Isolamento do virus rábico, do moscego no hematofago do especie Phyllostomus nasaatus hastatus (Pallas). Arq. Inst. Biol. Animal, 4. 115-120. (1965) .

12 .SILVA, R. A. y SOUZA, A. M. Aislamiento del virus rábico de pulmón, corazón, riñón, vejiga y otros diferentes tejidos de murciélagos hematófagosde la especie Desmodus Rotundus. Memorias V Congreso Panamericano de Medicina Veterinaria y Zootécnica. Caracas. Venezuela, 2. 563-584. ( 1966).

13. SILVA, R. A. , SOUZA, A. M. y ANDRE, C. A. Isolamento do virus do raiba do pulmones, rivus, bexiga e otros tecidos do gato domestico naturalmente infectado. Memorias Primer Seminario Nacional de Rabia. Medellín, Colombia, Julio 26-29, 200-201. ( 1967) .

14. VILLA, B. R., ALVAREZ, B. L. y DOMÍNGUEZ, C. Presencia y persistencia del virus de la rabia en grasa intraescapular de algunos murciélagos. Ciencia (Revista Hispano-Americana de Ciencias pura y aplicada) 22, (5) .137-140.(1963).

AGRADECIMIENTO

Los autores de este trabajo agradecen la colaboración prestada por el Dr .Germán Gómez de I.I.V. FONAIAP, por la revisión del manuscrito presentado.