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Veterinaria Tropical, 12: 39- 45. 1987 REVISIÓN DE LITERATURA TRANSMISIÓN DE LAS SALMONELAS EN LAS AVES Carlos Quiroz V* *FONAIAP. Centro Nacional de Investigaciones Agropecuarias |
Los miembros del género Salmonellas están ampliamente distribuidos en la naturaleza lo cual contribuye a su fácil diseminación, existiendo por lo tanto numerosas fuentes de infección, siendo algunas más importantes que otras. Según McCapes (6) la transmisión de las salmonelas está influenciada por la tendencia a la gran concentración e integración en la industria avícola, así como por factores intrínsecos de las salmonelas como son: habilidad de infectar diferentes especies de animales tanto de sangre caliente, incluyendo al hombre, como de sangre fría; la capacidad que tienen estos gérmenes para sobrevivir por largo tiempo fuera de su hospedador y de transmitirse a través del huevo. Las aves durante todas las etapas de su vida pueden estar expuestas a la contaminación con salmonelas y son muchos los factores que predisponen o causan la infección. Bains y Mac Kenzie (1) y Borland (2) consideran que el alimento, las aves portadoras, la cama, el nido, los roedores, las aves silvestres y el medio ambiente en general, como las principales fuentes responsables de la contaminación por salmonela en la industria avícola.
Alimento El aislamiento de salmonelas en el alimento ha sido comprobado por numerosos autores y las fuentes de contaminación más importantes lo constituyen los ingredientes de origen animal, como son las harinas de pescado, carne, hueso, pluma y sangre; pero también se han aislado salmonelas en harinas de origen vegetal. La contaminación de la harina de pescado es la más frecuente y al igual que con los ingredientes de origen vegetal su contaminación es exógena, mientras que en los otros ingredientes su contaminación puede ser endógena (del animal original) además de exógena. El mayor chance de exposición a la contaminación de los ingredientes del alimento es cuando el secado se efectúa en contacto con el medio ambiente sin practicar buenas medidas higiénico-sanitarias. Según Gordon y Tucker (4), una sola bacteria en un gramo de alimento o materia prima es suficiente para causar la infección. Son numerosos los métodos o técnicas que se han ensayado para la prevención y eliminación de las salmonelas en los alimentos y a tal efecto se han empleado agentes físicos, químicos y biológicos. En una revisión bibliográfica efectuada por Williams (15) sobre los métodos empleados en el control y eliminación de las salmonelas en los alimentos para aves (irradiación, formaldehido, ácido fórmico, ácidos grasos, oxido de etileno, ácido propionico, metilbromuro), concluye que el método usando calor en la peletización del alimento es el preferido y más práctico. Esto ha sido adoptado en aquellos países que están en plan de control o erradicación de la salmonelosis, así por ejemplo, Sato (8), en el Japón recomienda peletizar el alimento a temperaturas mayores de 80°C bajo una presión de 4 kg/cm2, durante 10 segundos, siendo la temperatura óptima usada de 83°C a la misma presión y tiempo, sin pérdida del valor nutritivo del alimento. En Australia, Shapcott (9) recomienda la peletización de todos los alimentos para las aves a 90°C por 10 segundos, sin pérdida del valor nutritivo. La peletización por si sola no es suficiente si no se toman medidas para evitar la recontaminación, la cual puede ocurrir cuando la temperatura del alimento baja a 70°C; estas medidas de prevención deben seguir extremándose hasta el momento en que el alimento es ingerido por las aves. Es aceptado que la mayor parte de la contaminación de los alimentos es originada por los ingredientes de origen animal, a tal punto que algunos autores recomiendan su eliminación en la elaboración del alimento, pero también están de acuerdo en que lo ideal para obtener un alimento libre de salmonelas es usar ingredientes libres de ellas. Se ha demostrado que salvo raras excepciones, los alimentos no son contaminados originalmente con Salmonella pullorum o S. gallinarum, por lo tanto, las salmonelas paratifoides (1.800 serotipos) son las que comúnmente contaminan el alimento.
Estas aves juegan un papel muy importante en la transmisión de la enfermedad, la cual puede ser vertical u horizontal. Una vez que un ave determinada adquiere la infección puede presentar la forma clínica o la sub-clínica, pero en cualquiera de ellas el ave generalmente queda como portadora del germen, constituyendo un peligro potencial para las progenies en el caso de las reproductoras. Las canales y los huevos de las aves portadoras también constituyen un peligro para la salud pública y en especial cuando se trata de portadoras de salmonelas paratifoides, ya que la S. pullorum y la S. gallinarum no causan problemas a la salud pública y son muy escasos los reportes sobre transmisión al hombre. Las aves portadoras de salmonelas paratifioides excretan la bacteria a través de las heces, ya que ellas generalmente causan la infección en forma entérica. Una sola ave portadora dentro de un lote susceptible es capaz de excretar en las heces suficientes salmonelas para contaminar el ambiente y en especial la cama del piso y nidal. Estas portadoras de salmonelas paratifoides transmiten la infección transovaricamente a su descendencia cuando presentan la forma sistémica, pero la transmisión más corriente es por la penetración, a través de la cáscara del huevo, de salmonelas contaminantes provenientes de las camas o nidales.
En la mayoría de los países tropicales, incluyendo a Venezuela, las camas para pollos están compuestas generalmente por cáscara de arroz y en otros países predominan las de aserrín o virutas de maderas resinosas como el pino. Es frecuente que las camas con cáscara de arroz estén contaminadas con salmonelas y esta contaminación puede venir desde los sembradíos del cereal, ya que muy frecuentemente las espigas son fuente de alimento de aves silvestres y roedores infectados. También las aves, roedores y otras alimañas pueden contaminar la cáscara, durante el proceso a que es sometido el grano luego de salir del campo, llegando la cáscara contaminada a la granja. El aserrín o virutas de maderas son menos susceptibles a contaminarse con salmonela cuando las maderas usadas son resinosas, ya que estas últimas son inhibidoras del crecimiento de las salmonelas y otros patógenos, pero cuando las maderas son las llamadas "dulces", la salmonela fácilmente puede resistir en esas camas. Cuando una cama libre de salmonela es colocada sobre el piso de un galpón limpio y bien desinfectado ésta puede contaminarse por diferentes vías, tales como penetración de personas que son portadores sanos de salmonelas o que llevan botas y ropa contaminada; por colocar bebederos y comedores o nidales sin desinfectar o mal desinfectados; acceso de animales, especialmente palomas, pajaros, roedores, gatos y perros, alimentos y aguas contaminadas y lógicamente al colocar sobre la cama pollos infectados. En estudios realizados por Fanelli et al. (3), se demostró que en camas nuevas persiste más tiempo la salmonela que en las camas viejas, lo cual sugiere la presencia de un inhibidor de la salmonela en estas últimas. Otros autores como Snoeyenbos et al. (12) también demostraron que la salmonela puede persistir hasta por 11 semanas en camas nuevas, mientras que en camas viejas sólo ha durado dos semanas. Las excretas del ave y en especial el amoníaco elevan el pH de las camas, el cual junto con la humedad acumulada es perjudicial para las salmonelas; también en las camas viejas polula una gran población de bacterias diferentes a la salmonela que actúan como antagonistas de este germen (Olesiuk et al. 7). Para la detección de salmonelas en lotes infectados, la mejor muestra a tomar es la cama del piso o del nidal, de donde frecuentemente es más efectivo el aislamiento de la salmonela que si se toma material de órganos de los animales; por lo tanto, para la detección de la infección, este método resulta mejor que el muestreo serológico o la siembra en medios de cultivo de hisopados cloacales. Según Williams (15) la muestra de cama para aislamiento de la salmonela se debe tomar de las partes más secas, pues es allí sin humedad en donde se perpetúa la salmonela en condiciones naturales. Lo ideal es iniciarse con camas esterizadas y evitar el acceso a ella de agentes animados o inanimados. La esterilización de la cama, usando autoclave, se recomienda en casos de animales reproductores de alto valor o reproductores de huevos libres de gérmenes patógenos (SPF), como los que se mantienen en el Bioterio del Instituto de Investigaciones Veterinarias del FONAIAP. Entre los muchos métodos que se han usado para eliminar la salmonela de la cama, uno que ha dado buenos resultados es el recomendado por Williams (14), el cual comprende los siguientes pasos: 1) fumigar la superficie de la cama con Formalina al 6% en solución acuosa; 2) revolver bien la cama y fumigar por segunda vez; 3) revolver de nuevo la cama y fumigar de nuevo. Es muy importante no dejar pasar dos días entre una y otra fumigación, lo ideal es hacerlas cada 24 horas.
La estructura exterior de los huevos sirve como una defensa o barrera a la penetración de los gérmenes y está formada por varias capas: a) la cutícula que es una película de proteína muy fina que cubre los poros y es permeable a los gases; b) la cáscara o capa calcárea formada por sales inorgánicas, en especial el calcio, y que contiene más de 7500 poros de 6 a 13µ, rellenos de mucina; c) la tercera capa la constituyen dos membranas, una externa y otra interna, estas membranas son muy flexibles; la membrana externa esta fuertemente adherida a la superficie interna de la cáscara y la membrana interna es la más compacta y por lo tanto es la que ofrece mayor resistencia a la penetración de los gérmenes. La alteración estructural de cualquiera de estas capas o membranas por mecanismos físicos o químicos contribuye a la penetración de las bacterias al interior del huevo. Según Williams y Whittemore (18), la penetración es posible ya que el diámetro de los poros de la cáscara es mayor (6-13µ) que el de algunas bacterias, es el caso de las salmonelas que tienen un diámetro de 0,4 - 0,6 x 1 - 3. La penetración a través de la cáscara depende no sólo de la especie de salmonela, sino también de la temperatura y la humedad, así como de la virulencia de la cepa y del grado de contaminación del huevo por las heces contaminadas. Williams (18) constató que al salir el huevo y caer en la cama del nidal o del piso ya queda expuesto a la contaminación con las heces, debido a que el huevo al salir de la madre trae una temperatura corporal alta que rápidamente baja a la del ambiente y mientras más tiempo quede expuesto allí, más riesgo de contaminarse tendrá, por lo cual deben recogerse los huevos lo más rápido posible después de la postura y si van a la incubación, sólo se deben usar los huevos limpios, sin porosidad visible ni fracturas. Igualmente Williams y Dillard (16) comprobaron que los huevos frescos y fértiles son más resistentes a la penetración de la salmonela, mientras que los infértiles son más fácilmente penetrados por el germen, constituyendo un riesgo para la diseminación de la salmonela aun sin llegar a romperse dentro de la incubadora o nacedoras, contaminando a los pollitos susceptibles. Estos autores también comprobaron que a medida que avanza el desarrollo embrionario va disminuyendo la probabilidad de penetración de la Salmonela a través de las estructuras externas del huevo, lo cual aparentemente está asociado con la humedad y con las excreciones del embrión en desarrollo, pero que una vez que la salmonela ha penetrado al interior del huevo, rápidamente se multiplica. Por otra parte, Williams y Dillard (17) comprobaron que los huevos de pavo y patos manchados son más resistentes a la penetración de la cáscara por las salmonelas, debido a que las capas protectoras del huevo son más gruesas y compactas por las acumulaciones de porfirina que forman las manchas oscuras por lo cual recomiendan, en estas especies, incubar sólo huevos manchados y descartar aquellos que no tengan tales manchas. Si los huevos para incubar o los huevos para consumo provienen de aves libres de salmonela y se mantienen buenas medidas higiénico-sanitarias, se obtendrá un producto libre de salmonelas. Las medidas sanitarias deben extremarse debido a que es frecuente que huevos provenientes de aves libres de salmonela se contaminen en el medio ambiente; para evitar esa contaminación se han practicado innumerables métodos, como son: inmersión de los huevos en soluciones de antibióticos o de agentes químicos, inoculación de los huevos con antibióticos y limpieza de los huevos frotándolos con gasa, aunque el frotamiento puede romper la cutícula permitiendo que los gérmenes penetren por los poros de la cáscara. La inmersión en soluciones de desinfectantes y antibióticos a veces es efectiva, pero a menudo estas sustancias pueden ser contraproducentes; las soluciones de cloro y de amonio cuaternario han dado muy buenos resultados cuando se usan apropiadamente. Una vez que la salmonela ha penetrado las barreras externas del huevo (cutícula, cáscara, etc) es prácticamente nula la acción de los desinfectantes y antibióticos. La fumigación con formaldehido es el método más usado y con muy buenos resultados, pero se debe hacer lo más temprano posible; se recomienda practicar esta fumigación a nivel de granja dentro de un lapso de tiempo no mayor de dos horas a partir de la postura, o sea en huevos recién puestos. Este gas de formaldehído se obtiene mezclando 1,2 ml de formalina con 0,6 g de permanganato de potasio por pie cúbico, el gas debe circular durante 20 minutos y luego se debe extraer. Este método es recomendado por Williams (14) y se debe usar de rutina a nivel de granja. Una vez que los huevos son fumigados, se llevan a la sala fría y allí deben permanecer el menor tiempo posible antes de la incubación. Está demás decir que durante este proceso debe evitarse la recontaminación.
Las ratas y ratones han sido y seguirán siendo grandes enemigos del hombre. En el caso de las Salmonelas constituyen uno de sus más importantes reservorios y vectores. Contaminan a los alimentos y a sus ingredientes desde su origen, ya que a nivel de campo pueden contaminar los cereales, trayendo como consecuencia la contaminación del alimento terminado. Según Bains y Mac Kenzie (1), en una investigación sobre las ratas y ratones a nivel de granjas en Australia, se encontró que el 2% de estos roedores podían ser portadores de las salmonelas, contaminando los granos de las siembras que luego eran usados en la alimentación de las aves. Se debe extremar la lucha contra estos roedores que son una fuente de infección, no solamente de la salmonela sino también de otros patógenos.
En 1973 apareció una técnica denominada Exclusión Competitiva, Método de los Probióticos o Técnica de Nurmi, que consiste en usar gérmenes de la microflora intestinal, obtenidos de aves adultas y sanas, como probióticos. Estos gérmenes se administran por vía oral a pollitos recién nacidos para que colonicen en el epitelio intestinal ocupando los receptores, de tal modo que las salmonelas no puedan colonizar el epitelio intestinal por estar ya ocupado por aquellos microorganismos no patógenos. Como fuente de la microflora apatógena se puede usar el fluido cecal o trozos de intestino de aves adultas sanas o un cultivo de los gérmenes apatógenos que contienen este fluido cecal. Se han realizado experiencias administrando oralmente hasta 50 especies de bacterias no patógenas, obtenidas del intestino de aves adultas sanas, y entre ellas se pueden citar Lactobacillus, cocos anaerobios, Streptococus faecalis, Eubacterium, Propionibacterium y Fusobacterium. En algunos países ya se han usado estas mezclas de bacterias en forma liofilizada. La mayor efectividad se ha obtenido con el uso de porciones de intestino o fluido cecal como probiótico en pollitos recién nacidos, cuando aún el tracto intestinal está estéril; puede administrarse en la primera agua que bebe el pollito y también se ha aplicado por spray en las nacedoras. El Lactobacillus ha sido usado como probiótico, especialmente el L. acidophilus, el cual además de colonizar en el epitelio intestinal del pollito produce ácido láctico bajando el pH, lo cual es fatal para el E. coli. También el L. acidophilus produce un antibiótico llamado acidolin que inhibe el crecimiento de gérmenes enteropatógenos. Sin embargo, es preferible usar la mezcla de diferentes bacterias como probióticos en la profilaxis de la salmonelosis. Se ha comprobado que este método también se puede usar para evitar la colonización del tracto intestinal por otros gérmenes patógenos como Campylobacter y Yersinia y que puede ser útil para cambiar floras bacterianas resistentes a los antibióticos. Esta técnica de Nurmi aún requiere mucho trabajo de investigación, pero los resultados que hasta hoy se tienen son promisorios. Según Sillikier (11) es ampliamente usada en Finlandia y su aplicación está siendo estudiada en EE.UU., Inglaterra, Canadá y Australia. BIBLIOGRAFIA 1. BAINS, B. S.; MACKENZIE, M. 1974. Transmission of salmonella through an integrated poultry organisation. Poultry Science 53: 1114-1118. 2. BORLAND, E. D. 1975. Salmonella infection in poultry. Vet. Rec. 97:406-408. 3. FANELLI, M. J.; SADLEA, W. W.; BROWNELL, J. R. 1970. Preliminary studies on persistence of salmonella in poultry litter. Avian Dis. 14: 131-141. 4. GORDON, R. F.; TUCKER, J. F. 1965. The epizootiology of salmonella menston infection of fowls and the effec to feeding poultry food artificially infected with salmonella. British Poultry Science. 6: 251-264. 5. JERNIGAN, M. A.; MILES, R. D. 1985. Probiotics in poultry nutrition. A review World's Poultry Science Journal. 41: 99-107. 6. McCAPES, R. H. 1976. A rationale for the control of parathyphoid infection in poultry. Proceedings Salmonella Symposium. American Association of Avian Pathologists. p. 2-6. 7. OLESIUK, O. M.; CARLSON, V. L.; SNOEYENBOS, G. H.; SMYSER, C. F. 1969. Experimental Salmonella typhimurium infection in two chicken flocks. Avian Dis. 13: 500-508. 8. SATO, S. 1984. Incidence, trends and control of salmonella in food producing animals. Proceedings of the International Symposium on SalmoneIla. New Orleans, Louisiana. EE.UU. p. 27 -34. 9. SHAPCOTT, R. C. 1984. Practical aspects of salmonella control; progress report on a programme in a large broiler integration. 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