Veterinaria Tropical 25(1): 5-27. 2000

ESPECIES DE Vibrio y Aeromonas AISLADAS DEL INTESTINO
DE CAMARONES MARINOS SANOS SILVESTRES Y
 CULTIVADOS EN VENEZUELA ¹

Julia Alvarez R.*, Brian Austin***, Ana Alvarez* y Claudia Agurto**

¹Trabajo financiado FONAIAP-PRODETEC
 y CONICIT
* Investigadoras y 
**Técnico Asociado a la Investigación
respectivamente. FONAIAP
Centro Nacional de Investigaciones Agropecuarias
Instituto de Investigaciones Veterinarias (IIV)
Av. Las Delicias. Apdo. 70. Maracay 2101
 estado Aragua. Venezuela
E-mail: maregatti@cantv.net

***Profesor
Departament of Biological Sciences, Heriot-Watt
University. Edinburgh EH14 4AS, Scotland, U.K.

Recibido: enero 10, 2000

 RESUMEN

Se estudió la bacterioflora intestinal de camarones marinos, identificando las especies de Vibrio y Aeromonas presentes en ejemplares sanos, silvestres Litopenaeus schmitti y cultivados L. vannamei y L. stylirostris. El aislamiento y conteo bacteriano se realizó de muestras tomadas del intestino de los animales, del agua y sedimento de su entorno, sembradas en agar tripticasa soya suplementado con 1,5% de cloruro de sodio. El número promedio de UFC/ml fue de 1,8 x 10⁵ -2,8 x 10⁷. El 95% de los aislados bacterianos fueron bacilos Gram negativos, de los cuales el 70% fermentó la glucosa, el 13% correspondió a los no sacarolíticos y el 7% a los oxidadores de este azúcar. La diversidad de especies se identificó tanto en animales silvestres como cultivados, de las cuales el 78% pertenecía al género Vibrio, con las especies de V. alginolyticus, V. campbellii, V. carchariae, V. fluvialis, V. furnissii, V. hoIlisae, V. harveyi, V. metschnikovii, V. natriegens, V. parahaemolyticus y V. vulnificus; el 20% al género Aeromonas, especies Aeromonas veronii, A. caviae, A. hydrophila anaerogenes, A. hydrophila hydrophila, A. sobria y A. schubertii, y un 2% no fue identificado. Los resultados indican que el intestino de los camarones marinos así como el agua y sedimento de su entorno, albergan una diversidad de especies de Vibrio y Aeromonas, muchas de las cuales son de importancia sanitaria para la acuicultura y para la salud pública.

Palabras Clave: Camarón; Litopenaeus vannamei; L. stylirostris; L. schmitii; bacterioflora; Vibrio; Aeromonas; acuicultura; salud pública.

INTRODUCCIÓN

Entre las enfermedades de mayor importancia para la acuicultura están las de etiología bacteriana, aunque los problemas causados por ellas pueden ser exacerbados por un manejo inapropiado (altas densidades de cultivo) y por condiciones adversas de calidad de agua (alta carga orgánica). En estos sistemas el balance natural de la flora bacteriana se ve alterado, lo que produce una disminución de la capacidad de tolerancia a tales cambios por parte de los organismos bajo cultivo (Garriques y Arévalo, 1995). En acuicultura, el agua y los organismos acuáticos (incluidas las microalgas y la Artemia) han sido reconocidos como importantes fuentes de bacterias potencialmente patógenas (Austin y Allen, 1982).

Las bacterias Gram negativas, fundamentalmente los vibrios, predominan en los ambientes marinos y usualmente constituyen la mayor parte de la flora intestinal de peces y crustáceos (Brisou et al., 1965; Sakata, 1989). Existen estudios sobre la identificación de bacterias causantes de enfermedades en camarones marinos (Lightner, 1993; Alapide-Tendencia et al., 1997), aunque existen pocos estudios en los cuales se describa la flora bacteriana normal de camarones sanos (Gómez-Gil et al., 1998).

En la actualidad predomina la tendencia de cultivar camarones marinos en mayores densidades, por lo que la atención se centra cada vez más en el monitoreo rutinario de estas poblaciones para el seguimiento de sus condiciones sanitarias, ya que algunas especies de bacterias que están asociadas normalmente a los camarones ocasionan enfermedades, mientras que otras parecen ser de utilidad en su nutrición, sobretodo en la fase larvaria de cultivos en gran escala (Yasuda y Kitao, 1980).

En tal sentido es necesario conocer la flora bacteriana en animales sanos, en número y diversidad específica, lo que será de utilidad en la interpretación de observaciones que se aparten de la normalidad. Esto permitirá aplicar medidas de prevención de las enfermedades de etiología bacteriana (conociendo sus reservorios y el rango de condiciones ambientales que favorecen su desarrollo), facilitar el diagnóstico de estas enfermedades y aplicar medidas de control más efectivas.

El objetivo de esta investigación fue examinar la flora bacteriana aerobia de poblaciones sílvestres, Lilopenaeus schmilli y cultivadas, L. vannamei y L. stylirostris, del camarón marino, para identificar qué especies de los géneros Vibrio y Aeromonas la forman.

MATERIALES Y METODOS

Area de muestreo y duración del estudio

El área de muestreo comprendió el estado Anzoátegui (Laguna de Unare ), estado Falcón (Playa Medano Blanco) y el estado Zulia (Santa Rita y Caño Sagua). Entre 1996 y 1999, se analizaron 132 ejemplares de camarones marinos silvestres, Litopenaeus schmitti (Burkenroad, 1938) y 130 ejemplares juveniles de camarones marinos cultivados de la especie L. vannamei (Boone, 1932) y L. stylirostris (Stimpson, 1834), las dos últimas especies procedentes de tres granjas camaroneras. Los juveniles fueron identificados utilizando la clave de Pérez-Farfante y Kensley (1997).

Los animales vivos fueron colocados en bolsas plásticas dobles con adición de oxígeno, selladas con bandas elásticas dobles, para luego ser transportadas en cavas de anime o de plástico. La temperatura del agua y del aire se mantuvo baja (20 °C) usando cubos de hielo dentro de las bolsas y de las cavas.

Una vez capturados los juveniles, se tomaron muestras de agua y del sedimento de su entorno en envases estériles, posteriormente refrigeradas hasta su procesamiento. Más tarde en el laboratorio los ejemplares fueron colocados en acuarios con aireación y alimentados durante 2 días con un concentrado comercial para camarones, hasta su análisis.

Estudio anamnésico, exámenes externo e interno

A cada ejemplar se le anotó su información anamnésica, y posteriormente cada uno fue pesado y medido. La condición general de los animales fue monitoreada durante 2 d, observándose su comportamiento al alimentarse, al desplazarse, así como la existencia de cualquier anormalidad aparente.

Previa desinfección del área con alcohol, se levantó y separó la parte posterior dorsal del exoesqueleto del cefalotórax, comenzando en la zona situada encima del corazón, exponiendo el hepatopáncreas y el inicio del intestino medio. Luego se procedió a cortar el exoesqueleto y la musculatura del abdomen en sentido antero-posterior, en forma paralela al intestino, dejando expuesto este órgano.

Estudios bacteriológicos

Los ejemplares se procesaron siguiendo la metodología indicada por Austin y Allen-Austin (1989), Austin y Austin (1993) y Lightner (1996), tomando muestras asépticas del intestino de los camarones marinos y por Álvarez (1997) para muestras del agua y sedimento del entorno, las cuales fueron diluidas en solución salina estéril hasta una concentración de 10⁷. Luego, de cada dilución se sembró por duplicado 0,1 ml en agar tripticasa soya [ATS; DIFCO; suplementado con cloruro de sodio (NaCI) al 1,5% y agar agar (DIFCO) al 2,5%], utilizando para ello una espátula estéril de vidrio doblada. Las placas fueron incubadas a 30 °C durante 2 a 3 d antes del conteo de las colonias. De cada muestra se tomó material de las diferentes colonias, distinguidas éstas por su morfología, color, consistencia o cualquier otra característica que la diferenciara de las demás.

Un representante de cada colonia fue repicado en ATS, suplementado con NaCI al 1,5% y agar agar (DIFCO) al 2,5%. Estos aislados frescos fueron usados para la identificación taxonómica, por sus características fenotípicas, basadas fundamentalmente en las pruebas indicadas en Holt et al. (1984; 1994), Austin y Lee (1992) y Austin y Austin (1993). Todos los medios de cultivo utilizados fueron ajustados a una concentración del 2% de NaCI, a excepción del utilizado para la prueba de requerimiento de sodio.

A aquellos aislados que formaban manto o película sobre la placa de ATS (con 1,5% de agar), se les adicionó 2,5% de agar agar (DIFCO) para la realización de las pruebas en placa, tales como gelatinasa, amilasa, quitinasa y elastinasa. Esto último con el fin de evitar la formación de manto y poder así interpretar la prueba.

RESULTADOS Y DISCUSION

Los juveniles procesados, aparentemente sanos, presentaron tallas entre 5 y 10 cm de longitud. Finalizados los estudios, se clasificaron como sanos, por presentar una apariencia normal, por la ausencia de signos y síntomas de enfermedad, la ausencia de desarrollo en forma predominante y abundante de una cepa bacteriana, y en que el resto de los organismos potencialmente patógenos observados estuvieron en niveles considerados normales. El hepatopáncreas de los camarones mostró una coloración y una consistencia normal, con abundantes gotas lipídicas. El intestino presentó un contenido variable de alimento. Los valores de los factores físico-químicos determinados se indican en el Cuadro 1.

El intervalo de bacterias aisladas del intestino, tanto en ejemplares silvestres como cultivados, fue 1,8 x 10⁵ -2,8 x 10⁷ UFC/ml, con un promedio de 1,5 x 10⁶. Las bacterias en su mayoría presentaron una morfología coco bacilar o de pequeños bacilos, mostrando muchos de ellos una leve curvatura. Con frecuencia los vibrios del intestino se observaron como cuerpos redondeados u ovalados, similares a aquellos descritos por Liston (1957). La mayoría de los bacilos eran móviles. Las colonias en las placas de ATS variaban en tamaño, eran generalmente de color crema (en ocasiones translúcidas), levemente elevadas y mucoides y con el borde continuo y liso.

En un estudio comparativo realizado por Vanderzant et al. (1970; 1971), entre la bacterioflora de Penaeus aztecus y P. setiferus silvestres y cultivados, encontraron que el recuento promedio de bacterias en los camarones cultivados era menor que en los silvestres, con valores de 1,4 - 6,8 x l0³/g y de 8,7 x 10²- 1,3 x 10⁶/g, respectivamente. Gómez-Gil et al. (1998) obtuvieron un número promedio de 2,10 x 10⁶ UFC/ml de Vibrio spp., en muestras tomadas del intestino de P. vannamei (presúmiblemente bajo el criterio de que todas las cepas bacterianas que crecieron en el medio selectivo agar tío sulfato citrato bilis y sacarosa, conocido por sus siglas en inglés TCBS, eran miembros del género Vibrio).

En este trabajo el recuento promedio de bacterias obtenidas del intestino en ATS suplementado con 1,5% de NaCI, fue semejante en animales silvestres y cultivados (1,5 x 10⁶ UFC/ml), lo que concuerda con lo obtenido por Gómez-Gil et al. (1998).

También existen experiencias que señalan que al emplear medios de cultivo preparados con agua destilada y no con agua de mar, la bacterioflora identificada queda formada por Bacillus, corineformes y Lactóbacillus (Vanderzant et al., 1970; 1971). En relación con lo antes señalado, es interesante destacar que en esta investigación, se utilizó TSA (medio enriquecido) suplementado con 1,5% de NaCI, en forma similar a lo ocurrido en el trabajo de Gómez-Gil et al. (1998), en el cual utilizaron el medio TCBS (muy selectivo, fundamentalmente por su contenido de sales biliares), predominaron miembros del género Vibrio, en cantidades promedio semejantes. Quizás entre estos dos medios (ATS y TCBS), entre los factores que limita el crecimiento de otras especies Gram positivas sea el contenido de sales biliares y extra de sodio.

En total, en este estudio fueron aisladas 1044 cepas bacterianas, presentándose en el Cuadro 2 las pruebas fenotípicas realizadas para la clasificación de estas bacterias por género y por especie, observándose que el 95% de los aislados bacterianos recuperados fueron bacilos Gram negativos. En cl Cuadro 3 se muestra, por tipo de ambiente y de muestra, la identificación a nivel de especie de los bacilos Gram negativos fermentadores. La microflora del intestino dc estos animales, tanto silvestres como cultivados, estuvo compuesta predominantemente por bacterias Gram negativas fermentadoras, pertenecientes en su mayoría al género Vibrio (78% ) y en una proporción bastante menor al género Aeromonas (20% ), con un 2% que  no fue identificado a nivel de género.

Esencialmente, estos resultados concuerdan con los de otros investigadores quienes han determinado que el grueso de la flora bacteriana aerobia de los crustáceos comprende bacilos Gram negativos, predominando los Vibrio spp. (Brisou et al., 1965; Sakata, 1989). Efectivamente, los Vibrios, que conformaron el 80% del total de bacilos Gram negativos fermentadores aislados, fueron comunes durante todo el período de estudio, tanto en camarones sanos como en el agua y en el sedimento de su entorno. Estos resultados coinciden con los hallazgos observados para la microflora de ambientes marinos (Brisou et al., op cit.), de peces marinos (Aguirre et al., 1982; Sakata, op. cit.), de larvas de camarones y de camarones marinos silvestres y cultivados (Lightner et al., 1992; Yasuda y Kitao, 1980), de Macrobrachium rosembergeii (Anderson et al., citado por Suzuki et al., 1990) y del cangrejo nadador, Portunus trituberculatus (Suzuki et al., 1990).

El intestino de camarones marinos silvestres y cultivados contuvo 8 especies de Vibrio, encontrándose que la mayor proporción de aislados, independientemente del tipo de muestra, no fue identificado a nivel de especie, siendo ubicados el 53% como Vibrio spp. Así mismo, se hallaron porcentajes menores de V. harveyi (20%), Aeromonas spp. (16%), Aeromonas veronii (2% ) y de V. alginolyticus (1% ). El resto de las especies identificadas; V. campbellii, V. carchariae, V.fluvialis, V.fumissii, V. hollisae, V. metschnikovii, V. natriegens, V. parahaemolyticus, V. vulnificus, A. caviae , A. hydrophila anaerogenes, A. hydrophila hydrophila, A. sobria y A. schubertii constituyeron porcentajes menores al  1%.

En las muestras del ambiente natural se encontró una diversidad de especies levemente mayor que en las sometidas a condiciones de cultivo, a pesar de que hubo un número casi igual de aislados fenotípicamente diferentes, especialmente en los obtenidos de los juveniles de camarones.

Muchos vibrios presuntivos (53% del total), es decir, aquellos bacilos Gram negativos fermentadores que produjeron catalasa y oxidasa, que requirieron sodio para su desarrollo y que fueron sensibles al agente vibriostático 0/129, no pudieron ser identificados a nivel de especie. Posiblemente algunos de estos aislados representan nuevas especies aún no descritas, mientras que otras serían miembros inusuales/atípicos de especies bien establecidas. Sin embargo, por no ser estos Vibrio spp. importantes como agentes causales de enfermedad en los animales procesados, no fueron estudiados más detalladamente.

Es interesante destacar que Cevallos et al. (1996) procesaron 4 400 muestras de camarones cultivados, sanos y enfermos, provenientes de Colombia, Costa Rica, Ecuador y Honduras, y que sólo pudieron identificar el 4% de los Vibrio presuntivos a nivel de especie. También Guérin-Faublée et al. (1995) comentaron que con frecuencia es difícil identificar correctamente representantes del género Vibrio (hasta el nivel de especie), teniendo que asumirse que muchos aislados corresponden a especies aún no descritas.

Destaca el hecho de que V. harveyi fue la especie dominante del género, constituyendo el 20% de los aislados. Este es considerado un organismo acuático común de climas tropicales (Austin y Austin, 1993; Alvarez, 1997; Lavilla-Pitogo et al., 1990) ha sido aislado de los ojos lesionados de peces y de peces con el síndrome de la septicemia hemorrágica bacteriana (Alvarez et al., 1998; Kraxberger-Beatty et al., 1990; Hispano et al., 1997); de fases larvarias y de juveniles de camarones marinos (Alapide- Tendencia y Dureza, 1997; Alvarez et al., op. cit.; Chen et al., 1992; Jiravanichpaisal et al., 1994; Lavilla-Pitogo et al., 1990; Lightner, 1995, 1996; Mohney et al., 1994), y de la ostra gigante, Tridacna gigas (Sutton y Garrick, 1993). Por otra parte, en Ecuador, en laboratorios de  larvas de granjas de cultivo del camarón marino, una de las enfermedades más comunes es el "Síndrome de Bolitas", atribuido a cepas de V. harveyi (Morales citado por Zherdmant, 1996).

El resto de las especies identificadas de Vibrio sólo formó un porcentaje menor a 1, sin embargo, la mayoría de estas especies han sido aisladas en alguna ocasión de animales enfermos, sean éstos peces, crustáceos o moluscos (Alapide- Tendencia y Dureza, 1997; Austin y Allen-Austin, 1993; Bashirulla y Aguado, 1993; Lightner, 1996; Lodeiros et al., 1987; Pichardo, 1999; Riquelme et al., 1996). Debe recordarse que cuando los animales pasan a un estado de estrés, situación que ocasiona una baja de sus defensas naturales, aquellas especies bacterianas que forman parte de la flora normal pueden producir mortalidades significativas, como es el caso de cepas aisladas de larvas aparentemente sanas de la ostra gigante T. gigas (Sutton y Garrick, 1993).

En Venezuela, Philippi Luz (1992) aisló 70 cepas bacterianas de la hemolinfa y del hepatopáncreas de 50 ejemplares adultos y juveniles y de un lote de postlarvas, tanto silvestres como de cultivo, utilizando el medio TCBS. De este grupo de cepas 5 fueron no sacarolíticas, 4 se perdieron en el proceso de mantenimiento, 2 fueron negativas a la reacción de citocromo- oxidasa, y 44 ubicadas en el género Vibrio. De estos Vibrios, 12 fueron escogidos para llevar a cabo pruebas de patogenicidad, y adicionalmente se realizaron otras pruebas fenotípicas para así poder clasificarlas a nivel de especie, por medio de un análisis de conglomerados.

Esta investigadora obtuvo un primer grupo identificado como V.  anguillarum y V.fischeri; un segundo grupo con cepas muy semejantes a cualquiera de las es pecies V. parahaemolyticus, V. alginolyticus y V. harveyi, y un tercer grupo conformado por 2 cepas ubicadas en el género Lucibacterium. La variedad de especies aisladas en el estudio de Phillippi Luz (op. cit.) y la exactitud de la clasificación de éstas, fue menor que en los obtenidos en esta investigación.

En un trabajo efectuado por Gómez-Gil et al. (1998), se examinaron los Vibrio spp., que conforman la bacterioflora de una población de Penaeus vannamei, mantenidos en el laboratorio desde postlarvas y durante un período de 12 semanas, previo a la toma de muestras para el estudio bacteriológico. Las condiciones ambientales fueron las mejores posibles, con agua marina filtrada y pasada por un esterilizador de luz ultravioleta, recambio semanal del 20% del agua, remoción del sedimento cada 3-4 d y con animales alimentados ad libitum dos veces por día con un concentrado comercial para camarones. Estos investigadores utilizaron como medio de aislamiento primario el agar TCBS, realizando la identificación fenotípica de las bacterias con el sistema BIOLOG-GN (BIOLOG, Hayward, California, EE.UU. de Norte América).

En muestras tomadas del intestino de esa población se identificaron las siguientes especies de Vibrio: V. alginolyticus, V. mimicus, V. ordalli, V. parahaemolyticus, V. splendidus y V. tubiashii. Adicionalmente fueron aisladas del hepatopáncreas las especies V. damsela, V. pelagius y V. vulnificus. Los resultados del estudio de Gómez-Gil et al. ( op.cit. ) coincidieron con los encontrados en la presente investigación, ya que en ambos predominaron las especies del género Vibrio, 9 y 11, respectivamente, coincidiendo en ambos trabajos solamente las especies V. alginolyticus y V. parahaemolyticus.

Hubo diferencias en cuanto a las especies aisladas por Philippi Luz (1992), Gómez-Gil et al. (1998) y las encontradas en este trabajo, a pesar de que se estudió la bacterioflora intestinal de las mismas especies de camarón marino, Litopenaeus vannamei en el segundo, y L. vannamei y L. schmitii en el primero y en el tercero. Quizás esto sea debido a la utilización de un agar tan selectivo como es el TCBS, el cual impide el desarrollo de algunas especies del género Vibrio (Simidu y Tsukamoto, citado por Harris et al., 1996), ya que los esquemas de identificación utilizados y las condiciones bajo las cuales se llevaron a cabo las pruebas fenotípicas realizadas fueron diferentes.

Existen investigaciones relacionadas con la bacterioflora del tracto digestivo de animales acuáticos, cuya composición genérica ha sido muy diferente entre si. Esto es debido a que los resultados están influenciados por una serie de factores tales como: a) condiciones ambientales bajo las cuales los animales son capturados; b) diferencias en cuanto a puntos de vista relacionados con la clasificación taxonómica de las bacterias; c) diferencias en los métodos de aislamiento de las bacterias, y d) edad y estadio de desarrollo de la especie (Campbell y Buswell, 1983; Moriarty, 1976).

En este estudio se determinó que un 20 % de los bacilos Gram negativos fermentadores aislados eran  Aeromonas spp., entre las cuales se identificó un bajo número, menor al 1%, de A. caviae, A. hydrophila anaerogenes, A. hydrophila hydrophila, A. sobria y A. schubertii.

Incluidas en el género Aeromonas [Aeromonadaceae (Colwell et al., 1986) ] hay varias especies capaces de producir enfermedad en peces, reptiles y anfibios (Austin y Austin, 1993; Roberts, 1993). A. hydrophila, perteneciente al grupo de las  Aeromonas móviles, ha sido bien documentada como patógeno de peces, usualmente como invasor oportunista o secundario más que como un patógeno primario, aunque se destaca su papel como agente etiológico en enfermedades infecciosas del humano (Austin y Austin, 1993). También fue aislada esta especie en forma pura de larvas enfermas del molusco Agropecten purpuratus (Riquelme et al., 1996).

En un estudio realizado por Yasuda y Kitao (1980), para describir la población bacteriana en el intestino de larvas y juveniles de camarones, Penaeus japonicus, mantenidos en tanques en el laboratorio, durante 5 meses, así como de juveniles silvestres, de la Bahía de Nobeoka- Japón, detectaron en todos los estadios larvarios que la composición genérica de las bacterias en este órgano y en el agua de los tanques fue similar: Aeromonas, Pseudomonas , Vibrio y un grupo no identificado. Luego de 126 d, la población bacteriana en el tanque y en el ambiente estuvo dominada por Vibrio spp., pero en el sedimento, hábitat natural de los adultos, predominó Pseudomonas spp. Esto coincidió con lo hallado en el intestino de los adultos, donde la población bacteriana dominante fue Pseudomonas spp.

Se detectó igualmente un segundo grupo formado por bacilos Gram negativos que no utilizaron la glucosa (13% ), y por un 7% que la oxidaron [grupos que incluyen los géneros Alcaligenes, Acinetobacter, Achromobacter, Moraxella y Pseudomonas (Koneman et al., 1988)]. Las pruebas fenotípicas realizadas a estos dos grupos para su ubicación a nivel de género fueron las indicadas por Koneman et al. (op. cit.) y por Holt et al. (1984). Ningún bacilo de estos dos últimos grupos fue claramente identificado a nivel de género. Sin embargo, como estos aislados no provinieron de animales enfermos, no se continuó su clasificación posterior .

Caravaca-Castro ( 1990) señala que en los sistemas de cultivo del Ecuador predominan los géneros Vibrio, Pseudomonas, Aeromonas y Flavobacterium, pero también están presentes los géneros Achromobacter, Acinetobacter y Moraxella, desconociéndose los efectos patógenos de estos últimos.

Los resultados obtenidos en este estudio son de importancia para la salud pública, y coinciden con los de otros autores como Blake et al. (1980), en cuanto a que miembros naturales del ambiente acuático (silvestre y de cultivo), entre los que se incluyen los camarones marinos y su entorno ( agua y sedimento), constituyen un reservorio de bacterias potencialmente patógenás para el humano (como Vibrio alginolyticus, V.fluvialis, V. parahaemolyticus, V. vulnificus, Aeromonas veronii, A. caviae, A. hydrophila anaerogenes, A. hydrophila hydrophila, A. sobria y A. schubertii). Por esta razón debe hacerse hincapié en un manejo apropiado del cultivo y un procesamiento del producto bajo estrictas normas de control de calidad, antes de ser finalmente consumido por la población.

SUMMARY

Intestinal bacterioflora of marine shrimp were studied, identifying the presence of  Vibrio and Aeromonas species in healthy feral, Litopenaeus schmitti, and cultured, L. vannamei and L. stylirostris specimens. Bacterial isolation and courits were made from samples taken from the animal intestine and from the surrounding environment and the placed in tripticase soy agar supplemented with 1,5% sodium chloride. The average number of CFU/ml was 1,8 x l0⁵ -2,8 x 10⁷. Isolates were 95% Gram negative rods of which 70% fermented glucose, 13% were non saccharolitic and 7% oxidized this sugar . A diversity of species were identified as much in feral animals as in cultured ones, of which 78% belonged to the Vibrio gender, with the species of  V. alginolyticus, V. campbellii, V. carchariae, V. fluvialis, V. furnissii, V. hollisae, V. harveyi, V. metschnikovii, V. natriegens, V. parahaemolyticus  and V. vulnificus; 20% to the Aeromonas gender, Aeromonas veronii, A. caviae, A. h.ydrophila anaerogenes, A. hydrophila hydrophila, A. sobria y A. schubertii species, and a 2% was not identified. Results indicate that the intestines of sea shrimp as well as the surrounding water and sediments, shelter a diversity of Vibrio and Aeromonas species, many of which are of sanitary importance for aquaculture and public health.

Key Words: Shrimp; Litopenaeus vannamei; L. stylirostris; L. schmitii; bactcrioflora; Vibrio; Aeromonas; aquaculture; public health.

BIBLIOGRAFIA

AGUIRRE, M., A. B. CAIROLI and D. A. CONROY. 1982. Studies on the fish health status of mullets from the east of Venezuela. Riv. It. Piscic. Ittiop. 17:176-180.

ALAPIDE-TENDENCIA, E. V. and L. A. DUREZA. 1997. Isolation of  Vibrio spp., from Penaeus monodon (Fabricius) with red disease syndrome. Aquaculture. 154: 105-112.

ALVAREZ, J. D. 1997. Studies on Venezuelan fish and shrimp associated bacteria. A thesis presented for the degree of  Doctor of  Philosophy. Department of  Biological Sciences, Heriot-Watt University. Edinburgh, Scotland, U .K. 137 pp.

ALVAREZ, J. D., B. AUSTIN, A. M. ALVAREZ and H. REYES. 1998. Vibrio harveyi: a pathogen of penaeid shrimp and fin fish in Venezuela. J. Fish. Dis. 21:313-316.

AUSTIN, B. and D. ALLEN-AUSTIN. 1982. Microbiology of laboratory hatched brine shrimp (Artemia). Aquaculture. 26:369-383.

AUSTIN, B. and D. ALLEN-AUSTIN (Eds.). 1989. Methods for the microbiological examination of fish and shellfish. Ellis Horwood Ltd. Chichester, England, U.K. 317 pp.

AUSTIN, B. and D. ALLEN-AUSTIN. 1993. Bacterial Fish Pathogens - Disease in Farm and Wild Fish. 2nd. Ed. Ellis Horwood Ltd. Chichester , England, U.K. 384 pp.

AUSTIN, B. and  J. V. LEE. 1992. Acromonadaceae and Vibrionaceae. In: Identification Methods in Applied and Environmental Microbiology. Environ. Bacteriol. p. 163-182. (Technical Series of the Society for App).

BASHIRULLA, K. M. and N. AGUADO. 1993. Diseases and parasites of commercial interest in the eastern region of Venezuela. In: From Discovery to Commercialization. (Editors: Carrillo, M., Dahle, L., Morales, J., Sorgeloos, P., Snennevig, N. and Wyban, J .). Belgium European Aquaculture Society, Belgium. 112 p.

BLAKE, P. A., R. F. WEAVER and D. C. HOLLIS. 1980. Diseases of humans (other than cholerae) caused by vibrios. Ann. Rev. Microbiol. 34:341-367.

BRISOU, J. C., C. TYSSET, Y. RAUTLIN dc la ROY and R. CURCIER. 1965. Marine bacteria especially Micrococcaceae. J. Gen. Microbiol. 41:23.

CAMPBELL, A. C. and J. A. BUSWELL. 1983. The intestinal microflora of farmed Dover sole (Solea solea) at different stages of fish development. J. Appl. Bacteriol. 55:215-223.

CARVACA-CASTRO, F. 1990. Manual Práctico de Bacteriología Marina. Escuela Superior Politécnica del Litoral (ESPOL). FONAGRE-CAF. Guayaquil, Ecuador. 78 p.

CEVALLOS, F., C. PRADO and A. FREIRE. 1996. Commercial management techniques for the control of vibriosis in South American shrimp farms. In: The 1996 Annual Meeting of the World Aquaculture Society. January 29-February 2. Queen Sirikit. National Convention Center. Bangkok, Thailand. Book of Abstracts. p. 67.

CHEN, S. N., S. L. HUANG and G. H. KOU. 1992. Studies on the epizootology and pathogrnicity of bacterial infections in cultured giant tiger prawn, Penaeus monodon in Taiwan. In: Diseases of Cultured Penaeid Shrimp in Asia and the United States. (Editors: Fulks W. and Main K.L.). Hawaii Oceanic Institute. pp. 195-205.

COLWELL, R. R., M. T. MacDONELL and J. De LEY, 1986. Proposal to recognize the family Aeromonadaceae fam. nov. Int. J. Syst. Bacteriol. 36:473-477.

GOMEZ-GIL, B., L. TRON-MAYEN, A. ROQUE, J. F. TURNBULL, V. INGLIS and A. L. GUERRA-FLORES. 1998. Species of Vibrio isolated from hepatopancreas, haemolymph and digestive tract of a population of healthy juvenile Penaeus vannamei. Aquaculture. 163:1-9.

GARRIQUES, D. and G. AREVALO. 1995. An evaluation of the production and use of live bacterial isolate to manipulate the microbial flora in the commercial production of Penaeus vannamei post larvae in Ecuador . Proceedings of the Special Session on Shrimp Farming. World Aquaculture Society. Baton Rouge, Louisiana, U.S.A. pp 53-59.

GUERIN-FAUBLEE, V., L. ROSSO, M. VIGNEULLE and J. P. FLANDROIS. 1995. The effect of incubation temperature and sodium chloride concentration on the growth kinetics of Vibrio anguillarum and Vibrio anguillarum-related organisms. J. Appl. Bacteriol. 78:621-629.

HARRIS, L., L. OWENS and S. SMITH. 1996. A selective and differential medium for Vibrio harveyi. App. Environ. Microbiol. 62:3 548-3 550.

HISPANO, C., Y. NEBRA and A. R. BLANCH. 1997. Isolation of Vibrio harveyi fron an ocular lesion in the short sunfish (Mola mola). Bull. Europ. Assoc. Fish Pathol. 17:104-107.

HOLT, J. G., N. R. KRIEG, P. H. A. SNEATH, J. T. STANLEY and S. T. WILLIAMS. 1984. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. 8^th Ed. Baltimore, Maryland, U.S.A. The Williams and Wilkins Co. 964 pp.

HOLT, J. G., N. R. KRIEG, P. H. A. SNEATH, J. T. STANLEY and S.T. WILLIAMS.1994. Bergey's Manual of Determinative Bacteriology. 9^th. Ed. Baltimore, Maryland, U.S.A. The Williams and Wilkins Co. 787 pp.

JIRAVANICHPAISAL, P., T. MIYAZAKI and C. LIMSUWAN. 1994.  Histopathology, biochemistry, and pathogenicity of Vibrio harveyi infecting black tiger prawn, Penaeus monodon. J. Aquat. Animal Health. 6:27-35.

KONEMAN, E. W., S. D. ALLEN, V. R. DOWELL, W. M. JANDA, H. M. SOMMERS and W. C. WINN. 1988. Color atlas and texbook of diagnostic microbiology. 3rd. Ed. J. B. Lippincott Company. Philadelphia, Pennsylvania, U.S.A. 840 pp.

KRAXBERGER-BEATTY, T., D. .J. McGAREY, H. J. GRIER and D.V. LIM. 1990. Vibrio harveyi, an opportunistic pathogen of common snook, Centropomus undecimalis (Bloch) held in captivity. J. Fish Dis. 13:557-560.

LAVILLA-PITOGO, C. R., M. C. L. BATICADOS, E. R. CRUZ- LACIERDA and L. D. DE LA PENA. 1990. Occurrence of  luminous bacterial disease of Penaeus monodon larvae in thc Philippines. Aquaculture.91:1-13.

LIGHTNER, D. V. 1993. Diseases of cultured penaeid shrimp. In: Handbook of Mariculture. Ed. J. P. McVey. 2^nd. Ed. Boca Raton, Florida, U.S.A. Vol. 1, Crustacean Agriculture. pp. 289-320. 

LIGHTNER, D. V. 1995. Shrimp pathology major diseases of concern to the shrimp farming industry in the Americas. Congreso ASA. Cartagena, Colombia. 61 pp.

LIGHTNER, D. V. (Editor).1996. Handbook of Pathology and Diagnostic Procedures for Diseases of Penaeid Shrimp. The World Aquaculture Society. Baton Rouge, Louisiana, U.S.A.

LIGHTNER, D. V., T. A. BELL, R. V. REDMAN, L. L. MOHNEY, J. M. NATIVIDAD, A. RUKYANI and A. POERNOMO.1992. A review of some major diseases of economie significance in penaeid prawns/shrimps of the Americas and Indopacific. In: Diseases in Asian Aquaculture. (Editors: Shariff, I. M., Subasinghe, R. P. and Arthur, J. R.). Fish Health Section. Asian Fisheries Society. Manila, Philippines. pp. 57-80.

LISTON, J. 1957. The occurrence and distribution of bacterial types on flatfish. J. Gen. Microbiol. 16:205-216.

LODEIROS, C., J. BOLINCHES, C. DOPAZO and A. TORANZO. 1987. Bacillary necrosis in hatcheries of Ostrea edulis in Spain. Aquaculture. 65:15-29.

MOHNEY, L. L., D. V. LIGHTNER and T. A. BELL. 1994. An epizootie of vibriosis in Ecuadorian pond reared Penaeus vannamei Boone (Crustacea: Decapoda). J. World Aquaculture Society. 25:116-125.

MORIARTY, D. .J. 1976. Quantitative studies on bacteria and algae in the food of the mullet Mugil cephalus L. and the prawn Metapenaeus bennetae (Racck y Dall). J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 22:131-143.

PEREZ-FARFANTE, I. and B. KENSLEY.1997. Penaeoid and Sergestoid Shrimps and Prawns of the World. Key and Diagnosis for the Families and Genera. 233 pp.

PHlLIPPI LUZ, A. 1992. Estudios sobre la septicemia bacteriana en camarones peneidos, con especial referencia a la patogénesis experimental. Tesis de grado para optar al título de Magister Scientiarum en Medicina Veterinaria - Mención Patobiología Acuática. Universidad Central. Maracay, Venezuela. Facultad dc Ciencias Veterinarias. 180 pp.

PICHARDO, O. 1999. Ensayo de virulencia con tres cepas de Vibrio alginolyticus en Ios subestadios de zoea de Litopenaeus vannamei (Boone, 1931). Tesis de Grado para optar al título de Licenciado en Acuacultura. Isla de Margarita, estado Nueva Esparta, Venezuela. Universidad de Oriente. Departamento de Acuacultura. 110 p.

RAHIM, Z., K. M. S. ASIS and M. A. Z. MOLLA. 1985. Isolation of Aeromonas hydrophila from the root system of live common water plants of Bangladesh. J. Bot. 14:90-91.

RIPPY, S. R. and V. J. CABELLI. 1980. Occurrence of Aeromonas hydrophila in limnetic environments: relationship of the organisms to trophic state. Microbiol. Ecol. 6:45-54.

RIQUELME, C., A. E. TORANZO, J. L. BARJA, N. VERGARA and R. ARAYA. 1996. Association of Aeromonas hydrophila and Vibrio alginolyticus with larval mortalities of Scallop (Argopecten purpuratus). J. Ivert. Pathol. 67:213-218.

ROBERTS, R. J. 1993. Motile Aeromonad septicaemia. In: Bacterial Diseases of Fish (Editors: V. Inglis, R.J. Roberts and N.R. Bromage). Blackwell Science. Oxford, England, U.K. pp. 143-156.

SAKATA, T. 1989. Microflora of healthy animals. In: Methods for the Microbiological Examination of Fish and Shellfish (Editors: Austin B. y Austin D. A.). l^st. Ed. Ellis Horwood Ltd. Chichester, England, U.K. pp.141-163.

SIMIDU, U., K. ASHINO and E. KANEKO. 1971. Bacterial flora of phyto- and zoo -plankton in the inshore water of Japan. Can. J. Microbiol. 17:1 157-1 160.

SUZUKI, K., K. MUROGA, K. NOGAMI and K. MURUYAMA. 1990. Bacterial flora of cultured swimming crab (Portunus trituberculatus) larvae. Fish Pathol. 25:29-36.

SUTTON, D. C. and R. GARRICK. 1993. Bacterial diseases of cultured giant clam Tridacna gigas. Dis. Aquat. Org.16:47-53.

VANDERZANT , C., E. MROZ and R. NICKELSON.1970. Microbial flora of Gulf of Mexico and pond shrimp. J. Milk Food Technol. 33:346- 350.

VANDERZANT, C., R. NICKELSON and P. W. JUDKINS. 1971. Microbial flora of pond-reared brown shrimp (Penaeus aztecus). Appl. Microbiol. 21:916-921.

YASUDA, K. and T. KITAO. 1980. Bacterial flora in the digestive tract of prawns, Penaeus japonicus Bate. Aquaculture. 19:229-234.

ZHERDMANT, M. T. 1996. Caracterización de una cepa bacteriana de Vibrio harveyi considerada agente causal del Síndrome de Bolitas en larvas de Penaeus vannamei y estudio in vitro con una cepa de Vibrio alginolyticus utilizada como probiótico. Tesis de Grado para optar al título de Acuicultor . Guayaquil, Ecuador. Escuela Superior y Politécnica del Litoral. Facultad de Ingeniería Marítima y Ciencias del Mar. 80 p.